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样品量不足
采集样本量不足或使用不适当的大试管可能会导致结果不准确，因为抗凝剂过多或样本量不足无法进行检测分析。采血管应填充到指定的管容积，通常由一条细微的填充线表示（图6）。 图6 提交给参考实验室的EDTA管，其包含的血液量不足以满足所选管尺寸的要求。填充线在箭头处可见。 与血液相比，EDTA抗凝剂具有高渗性；然而，如果适当填充EDTA管，张力的差异不会导致临床上的CBC结果显著变化。当EDTA管未被充分填充时，相对于全血，过量的EDTA抗凝剂会促使血液细胞内的水渗透到相对高渗的血浆/抗凝剂溶液中，以平衡张力，导致红细胞收缩（皱缩）和旋转后分血器中红细胞压积的假性降低。4 但是当用血液分析仪对EDTA管中的血液进行CBC检查时，分析仪会将红细胞悬浮在与正常血浆等渗的稀释液中。在EDTA过量的样本中，与收缩的红细胞相比，稀释剂是低渗的（不是等渗的）；液体冲回细胞，体积恢复。因此这种情况下，少量样本计算的红细胞压积是准确的。 合适的容积对凝血试验尤为重要。大多数凝血谱需要柠檬酸血浆抗凝剂与全血的比例为1:9，以便在分析过程中通过添加钙逆转抗凝效果。8在填充不足的样品中，柠檬酸与全血的比例增加，导致凝血减少，从而导致凝血时间假性延长。8 如果预计样本量较低，则应向参考实验室咨询所需分析物的最小样本量和推荐的样本处理技术。 样本处理不及时 理想情况下，血液学和生化样本应在采集后尽快进行处理和分析。然而，不一定每次都能做到及时处理，因此可能出现错误的结果。可能受到影响的血液学数据包括由于红细胞肿胀导致的平均红细胞体积（MCV）增加，导致MCV相关指数的进一步改变（例如，计算红细胞压积增加，平均细胞血红蛋白浓度降低），10这些变化通常在采集后12小时观察到，并随着时间的推移继续增加。9,10 在采集后4小时内（室温保存），和在采集后8小时内（冰袋中保存），或在采集24小时后（39°F/4°C保存），血液涂片中可以观察到与假毒性变化相一致的形态学变化（图7）。11因长期保存导致的中性粒细胞形态学改变的例子，包括细胞质嗜碱性粒细胞增多、细胞质空泡化增加和Döhle小体的出现。目前的假说将这些变化的形成归因于细胞通透性的增加和长期保存，导致先前可能不可见的结构染色。11这些变化可能被误认为是真正的细胞质毒性变化，并可能具有临床意义；因此，在解释白细胞图时考虑这一变化是很重要的。 除了白细胞的形态学改变外，红细胞也有与保存相关的形态学改变。特别重要的是，随着保存时间的延长，外细胞血寄生虫（如猫支原体）从红细胞表面排出；这可能导致被忽视的寄生虫血症。12处理不及时也可以观察到红细胞的收缩增加。4为了尽量减少因长时间保存引起的人为诱导变化的影响，强烈建议在采集后立即制备血片进行检查或提交实验室。 生化检测时，应将血液凝固（15-30分钟）并离心以将细胞成分与血清分离。3一旦从细胞成分中分离出来，应立即分析血清，或冷藏长达24-48小时。3血清分离的延迟必然导致化学成分的代谢，尤其是葡萄糖的减少。3由于酶活性和动力学的原因，血清酶在延迟处理（>24小时）时特别容易出现错误结果。3如果预期不能及时处理，则可以调整采样计划或与参考实验室讨论所需分析物在冷冻血清中是否稳定。 取自一只健康狗的血液进行术前CBC染色，比较其与用相同的染色剂染色但间隔24小时制备的不同之处。 收集后一小时内制备单层血涂片（A）。可以看到具有正常形态的分段嗜中性粒细胞，其特征在于深色的凝聚染色质和明显的细胞核凹陷。红细胞形态正常，中央苍白，边缘光滑。 冷藏24小时后制备的血涂片显示老化伪影（B）。中性粒细胞核凝聚较少，浅粉色且更平滑（几乎透明）的染色质；这很容易与毒性变化混淆。红细胞收缩；有些不再表现出健康犬红细胞典型的中央苍白。 结论 认识这些错误可以在一定程度上避免出错，即便在无法避免这些情况时也可以帮助解释结果。将样品提交参考实验室时，临床医生应告知已知的采样和处理错误，以确保临床病理学家给出正确的解释。尽管未包括在本文中，但如果不使用先前描述的建议进行留置导管采样，可能会导致多个临床上显着的错误，例如HCT假性降低和其他因为稀释液的数据，假性增加值（例如葡萄糖，钾）继发于所使用物质的污染，以及继发于过度抽吸的溶血。正确放置和使用取样导管的相关资料（见参考文献）。 参考文献 1. Stockham SL, Scott MA. Introductory concepts. In: Stockham SL, Scott MA. Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. 2nd ed. Blackwell Publishing; 2008:3-51. 2. Hooijberg E, Leidinger E, Freeman K. An error management system in a veterinary clinical laboratory. J Vet Diagn Invest. 2012;24(3):458-468. 3. Weiser G. Sample collection, processing, and analysis of laboratory service options. In: Thrall MA, Weiser G, Allison R, Campbell T, eds. Veterinary Hematology and Clinical Chemistry. 2nd ed. John Wiley & Sons; 2012:34-39. 4. Stockham SL, Scott MA. Erythrocytes. In: Stockham SL, Scott MA. Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. 2nd ed. Blackwell Publishing; 2008:107-221. 5. Weiser G. Laboratory technology for veterinary medicine. In: Thrall MA, Weiser G, Allison R, Campbell T, eds. Veterinary Hematology and Clinical Chemistry. 2nd ed. John Wiley & Sons; 2012:3-33. 6. Norman EJ, Barron RC, Nash AS, Clampitt RB. Prevalence of low automated platelet counts in cats: comparison with prevalence of thrombocytopenia based on blood smear evaluation. Vet Clin Pathol. 2001;30(3):137-140. 7. Riond B, Waßmuth AK, Hartnack S, Hofmann-Lehmann R, Lutz H. Effective prevention of pseudothrombocytopenia in feline blood samples with prostaglandin I2 analogue Iloprost. BMC Vet Res. 2015;11:183. 8. Stockham SL, Scott MA. Hemostasis. In: Stockham SL, Scott MA. Fundamentals of Veterinary Clinical Pathology. 2nd ed. Blackwell Publishing; 2008:261-321. 9. Furlanello T, Tasca S, Caldin, M, et al. Artifactual changes in canine blood following storage, detected using the ADVIA 120 hematology analyzer. Vet Clin Pathol. 2006;35(1):42-46. 10. Bourgès-Abella NH, Geffré A, Deshuillers PL, Braun JP, Trumel C. Changes in hematology measurements in healthy and diseased dog blood stored at room temperature for 24 and 48 hours using the XT-2000iV analyzer. Vet Clin Pathol. 2014;43(1):24-35. 11. Bau-Gaudreault L, Grimes CN. Effect of time and storage on toxic or pseudo-toxic change in canine neutrophils. Vet Clin Pathol. 2019;48(3):400-405. 12. Harvey J. Evaluation of erythrocytes. In: Harvey J. Veterinary Hematology: A Diagnostic Guide and Color Atlas. Elsevier Saunders; 2012:88. 原文链接： https://www.cliniciansbrief.com/article/top-5-blood-collection-sampling-error
